Оптимизация метода выделения нуклеиновых кислот из кефира с помощью сорбента на основе диоксида кремния
DOI:
https://doi.org/10.17308/sorpchrom.2022.22/10896Ключевые слова:
выделение ДНК, детергент, гуанидин тиоционат, Real-Time PCR.Аннотация
Методы выделения нуклеиновых кислот, основанные на использовании сорбционных носителей, являются самыми распространенными. Общий принцип методов твердофазной экстракции основывается на использовании силики, чьи уникальные свойства обеспечивают селективное связывание ДНК и РНК. Цель работы заключалась в проведении анализа качества выделительных систем на основе сорбции с применением гуанидин тиоционата различной концентрации и 4 типов детергентов в составе лизирующего раствора при экстракции нуклеиновых кислот из кефира, как пищевого кисломолочного продукта, содержащего бактериальные и грибковые клетки.
В качестве объекта исследования был использован коммерчески доступный кисломолочный продукт «Кефир» с содержанием бактерий не менее 107 КОЕ/г и дрожжей не менее 104 КОЕ/г. Для выделения ДНК использовали 99% силику (Sigma-Aldrich, США). В рамках эксперимента рассматривались 3 варианта концентраций гуанидин тиоционата – 3.5 М, 5 М и 6.5 М, а также 4 варианта детергентов – 1% Triton Х-100, 1% Tween 20, 1% Tween 80 и 1% CTAB. Таким образом, экстракция ДНК осуществлялась 12 различными вариантами. ДНК, полученную после экстракции, визуализировали с помощью электрофореза в 2% агарозном геле. Концентрацию ДНК измеряли с помощью флуориметра Qubit 4 (Thermo Fisher Scientific, США). Полимеразная цепная реакция проводилась с использованием Taq-полимеразы на приборе CFX96 Real-Time System (Bio-Rad, США). Статистическая обработка данных проводилась с использованием дисперсионного анализа ANOVA в программе STATISTICA.
При проведении электрофореза в агарозном геле было установлено, что использование концентраций гуанидин тиоционата 5 М и 6.5 М способствовало получению более выраженных полос рРНК на электрофореграмме в случае применения Tween 80, а при использовании Tween 20 оптимальная концентрация гуанидин тиоционата для экстракции ДНК составила 5 М.
Анализ влияния детергентов на качество выделения ДНК показал, что минимальная концентрация экстрагированной ДНК была получена в результате использования CTAB и составляла 1.03 нг/мкл. Применение в качестве детергента Triton Х-100 позволило получить концентрацию ДНК в 5.9 раз выше, чем с помощью детергента CTAB (р<0.001). Значения, полученные в результате экстракции с использованием Tween 80 и Tween 20, превышали значения концентраций при использовании CTAB в 3.1 и 3.9 раза соответственно (р<0.05).
Проведение Real-Time PCR для оценки параметра порогового цикла (Ct) показало, что полученные значения Ct с праймерами ITS1 и ITS4 во всех вариантах экстракции ДНК не позволяют оценить качество выделения нуклеиновых кислот из грибов. Анализ Ct с праймерами 337F и 1100R позволяет предположить, что оптимальным значением концентрации гуанидин тиоционата является 5 М (среднее значение Ct по всем детергентам составляло 25.0).
По результатам эксперимента было установлено, что при выделении нуклеиновых кислот из кефира необходимо использовать гуанидин тиоционат в концентрации 5 М или 6,5 М. Концентрация выделенной ДНК была выше при использовании Triton Х-100 и Tween 20 в качестве детергента. Использование Tween 20 или Tween 80 в качестве детергентов значительно повышало фракцию РНК в препарате нуклеиновых кислот.
Скачивания
Библиографические ссылки
Cheng H.R., Jiang N. Extremely Rapid Extraction of DNA from Bacteria and Yeasts. Biotechnol. Lett. 2006; 28: 55-59. https://doi.org/10.1007/s10529-005-4688-z
Niemi R.M., Heiskanen I., Wallenius K. et al. Extraction and purification of DNA in rhizosphere soil samples for PCR-DGGE analysis of bacterial consortia. J. Microbiol. Methods. 2001; 45: 155-165. https://doi.org/10.1016/s0167-7012(01)00253-6
Madhu B., Lakdawala M.F., Gumien-ny T.L. Small-Scale Extraction of Caenorhabditis elegans Genomic DNA. J. Vis. Exp. 2022; 184. https://doi.org/10.3791/63716
Muller F.M., Werner K.E., Kasai M. et al. Rapid extraction of genomic DNA from medically important yeasts and filamentous fungi by highspeed cell disruption. J. Clin. Microbiol. 1998; 36: 1625-1629. https://doi.org/10.1128/JCM.36.6.1625-1629.1998
Paul R., Ostermann E., Wei Q. Advances in point-of-care nucleic acid extraction technologies for rapid diagnosis of human and plant diseases. Biosens. Bioelectron. 2020; 169: 112592. https://doi.org/10.1016/j.bios.2020.112592
Greathouse K.L., Sinha R., Vogtmann E. DNA extraction for human microbiome studies: the issue of standardization. Genome Biol. 2019; 20: 212. https://doi.org/ 10.1186/s13059-019-1843-8
Boom R., Sol C.J., Salimans M.M. et al. Rapid and simple method for purification of nucleic acids. J. Clin. Microbiol. 1990; 28: 495-503. https://doi.org/ 10.1128/jcm.28.3.495-503.1990
Cady N.C., Stelick S., Batt C.A. Nucleic acid purification using microfabricated silicon structures. Biosensors & Bioelectronics. 2003; 19: 59-66. https://doi.org/10.1016/s0956-5663(03)00123-4
Rimola A., Costa D., Sodupe M. et al. Silica surface features and their role in the adsorption of biomolecules: computational modeling and experiments. Chemical Re-views. 2013; 113: 4216-4313. https://doi.org/10.1021/cr3003054
Zhang Y., Cremer P.S. Interactions between macromolecules and ions: the Hofmeister series. Current Opinion in Chemical Biology. 2006; 10: 658-663. https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2006.09.020
Poeckh T., Lopez S., Fuller A.O. et al. Adsorption and elution characteristics of nucleic acids on silica surfaces and their use in designing a miniaturized purification unit. Analytical Biochemistry. 2008; 373: 253-262. https://doi.org/10.1016/j.ab.2007.10.026
Günal G., Kip Ç., Eda Öğüt S. et al. Comparative DNA isolation behaviours of silica and polymer based sorbents in batch fashion: monodisperse silica micro-spheres with bimodal pore size distribution as a new sorbent for DNA isolation. Artif. Cells Nanomed. Biotechnol. 2018; 46: 178-184. https://doi.org/10.1080/21691401.2017.1304404
Chen Y., Guo Z., Wang X. et al. Sample preparation. J. Chromatogr. A. 2008; 1184: 191-219. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2007.10.026
Campos P.F., Gilbert M.T.P. DNA Extraction from Keratin and Chitin. Meth-ods Mol. Biol. 2019; 1963: 57-63. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9176-1_7
Linke D. Detergents: an overview. Methods Enzymol. 2009; 463: 603-617. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(09)63034-2
Lõoke M., Kristjuhan K., Kristjuhan A. Extraction of genomic DNA from yeasts for PCR-based applications. Biotechniques. 2011; 50: 325-328. https://doi.org/10.2144/000113672
Barazesh A., Sarkari B., Ebrahimi S. et al. DNA extraction from hydatid cyst protoscolices: Comparison of five different methods. Vet. World. 2018; 11: 231-234. https://doi.org/10.14202/vetworld.2018.231-234
Chen F., Ye J., Chio C. et al. A simplified quick microbial genomic DNA extraction via freezethawing cycles. Mol. Biol. Rep. 2020; 47: 703-709. https://doi.org/10.1007/s11033-019-05176-w
Teyssier N.B., Chen A., Duarte E.M. et al. Optimization of whole-genome sequencing of Plasmodium falciparum from low-density dried blood spot samples. Malar. J. 2021; 20: 116. https://doi.org/10.1186/s12936-021-03630-4
Demeke T., Ratnayaka I., Phan A. Effects of DNA Extraction and Purification Methods on Real-Time Quantitative PCR Analysis of Roundup Ready Soybean. J. AOAC Int. 2009; 92: 1136-1144. https://doi.org/10.1093/jaoac/92.4.1136
Kuhn R., Böllmann J., Krahl K. et al. Comparison of ten different DNA extraction procedures with respect to their suitability for environmental samples. J. Microbiol. Methods. 2017; 143: 78-86. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2017.10.007
Boom R., Sol C.J., Salimans M.M. et al. Rapid and simple method for purification of nucleic acids. J. Clin. Microbiol. 1990; 28: 495-503. https://doi.org/10.1128/jcm.28.3.495-503.1990
White T.J., Bruns T., Lee S. et al. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA Genes for phylogenetics. In: PCR Protocols: A Guide to Methods and Applications. New York: Academic Press, 1990, vol. 18, P. 315-322.
Techo S., Shiwa Y., Tanaka N. et al. Enterococcus florum sp. nov., isolated from a cotton flower (Gossypium hirsutum L.) Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2019; 69: 2506-2513. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.003524









