Изучение различных методологических подходов к извлечению жирнокислотной фракции из сложной биологической матрицы и идентификация её состава с помощью хромато-масс-спектрометрии

  • Юрий Олегович Веляев Севастопольский государственный университет, Севастополь https://orcid.org/0000-0003-0372-2458
  • Александра Валентиновна Бородина Институт Биологии Южных Морей РАН, Севастополь https://orcid.org/0000-0001-8468-8372
  • Константин Андреевич Пименов Севастопольский государственный университет, Севастополь, Институт Биологии Южных Морей РАН, Севастополь https://orcid.org/0009-0008-4516-6924
  • Александр Рузвельтович Осокин Севастопольский государственный университет, Севастополь https://orcid.org/0009-0003-5962-1899
Ключевые слова: экстракция, липиды моллюсков, стерины, жирные кислоты, дериватизация, метиловые эфиры жир-ных кислот, газовая хромато-масс-спектрометрия

Аннотация

Проведено изучение жирнокислотного состава биологической матрицы, полученной на основе экстракции липидов из двустворчатого моллюска Polititapes aureus (Gmelin, 1791), широко распространенного в Чёрном море, в том числе на севастопольском его побережье. Экстракция липидной фракцией проводилась двумя методами: методом Фолча и методом Блая-Дайера. Пробоподготовка к проведению хромато-масс-спектрометрического исследования образцов в обоих случаях была одинаковая и максимально щадящая в плане длительности температурного режима и агрессивности химических реагентов с целью максимального сохранения нативной структуры выделенного из тканей моллюска жирнокислотного экстракта. В результате проведения анализа в тканях P. aurea всего было выявлено 14 насыщенных жирных кислот, в том числе: 12-Me-13:0, 12-Me-14:0, 14-Me-16:0 и 20-Me-21:0, 5 МНЖК и 9 ПНЖК. Из этих кислот было идентифицировано четыре омега-3, четыре омега-6 и четыре омега-9 кислоты. Наиболее ценными ПНЖК являются: 18:4n-3,6,9,12, 18:2n-6,9, 20:4n-6,9,11,14, 20:5n-3,6,9,12,15 и 22:6n-3,6,9,12,15,18. Также был обнаружен ряд стеринов. Результаты показали, что метод Фолча даёт большее извлечение веществ липидной природы, чем метод Блая-Дайера, что может быть объяснено большим химическим сродством получаемого методом Фолча экстрагента по отношению к нативным липидам изучаемого моллюска.

Скачивания

Данные скачивания пока не доступны.

Биографии авторов

Юрий Олегович Веляев, Севастопольский государственный университет, Севастополь

к.т.н., доцент кафедры «Пищевые технологии и оборудование», ФГАОУ ВО «Севастопольский государственный университет», Политехнический институт, Севастополь, Россия

Александра Валентиновна Бородина, Институт Биологии Южных Морей РАН, Севастополь

к.б.н., старший научный сотрудник отдела физиологии животных и биохимии, ФИЦ Института Биологии Южных Морей им. А.О. Ковалевского РАН, Севастополь, Россия

Константин Андреевич Пименов, Севастопольский государственный университет, Севастополь, Институт Биологии Южных Морей РАН, Севастополь

ведущий инженер отдела физиологии животных и биохимии, ФИЦ Института Биологии Южных Морей им. А.О. Ковалевского РАН, Севастополь, Россия 

Александр Рузвельтович Осокин, Севастопольский государственный университет, Севастополь

младший научный сотрудник НИЛ «Биоресурсный потенциал приморской территории», ФГАОУ ВО «Севастопольский государственный университет», Севастополь, Россия

Литература

Rozentsvet O.A., Fedoseeva E.V., Terekhova V.A. Lipidnye biomarkery v ehkologicheskoy otsenke pochvennoy bio-ty: analiz zhirnykh kislot. Biology Bulletin Reviews. 2019; 139(2): 161-177. http://doi.org/10.1134/S0042132419020078

Zhukova N.V. Diss. dokt. biol. nauk. Vladivostok. 2009. 267 p. (In Russ.)

Bakhmet I.N., Fokina N.N., Ruoko-lainen T.R. Changes of Heart Rate and Li-pid Composition in Mytilus Edulis and Modiolus Modiolus Caused by crude oil pollution and low salinity effects. Journal of Xenobiotics. 2021; 11(2): 46-60. http://doi.org/10.3390/jox11020004

Fokina N.N., Ruokolainen T.R., Nemova N.N., Martynova D.M., Sukhotin A.A. Fatty acids distribution in seston, tis-sues, and faecal pellets of blue mussels Mytilusedulis L. Doklady Biochemistry and Biophysics. 2020; 495(1): 311-318. http://doi.org/10.1134/S1607672920060046

Fokina N.N., Ruokolainen T.R., Bakhmet I.N., Nemova N.N. Role of lipids in adaptation of mussels Mytilus edulis L. of the White Sea to rapid changes in tem-perature. Doklady Biochemistry and Bio-physics. 2014; 457: 155-157. http://doi.org/10.1134/S1607672914040103

Tanrıverdi R., Gökoğlu M., Korun J., Raziye Y.T. A preliminary study on the traits of Chamelea gallina (Linnaeus, 1758) in the Gulf of Antalya, Mediterranean Coast of Turkey (Levantine Sea). Acta Aquatica: Aquatic Sciences Journal. 2019; 6(2): 103-108. http://doi.org/10.29103/aa.v6i1.1551

Borodina A.V. Zadorozhny P.A. Distinctive variations in carotenoid accu-mulation in tissues of the clam Polititapes aureus (Gmelin, 1791) from the Black Sea. Russian Journal of Marine Biology. 2022; 48(5): 393-397. http://doi.org/10.1134/S1063074022050145

Folch J., Lees M., Sloane Stanley C.H. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tis-sue. Journal of Biological Chemistry. 1957; 226(1): 497–509. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)64849-5

Bligh E.G., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purifi-cation. Can J. Biochem Physiol. 1959;37(8):911-917. https://doi.org/10.1139/o59-099

Iverson S.J., Lang S.L.C., Cooper M.H. Comparison of the Bligh and Dyer and Folch methods for total lipid determi-nation in a broad range of marine tissue. Lipids. 2001; 36(11):1283-1287 https://doi.org/10.1007/s11745-001-0843-0

Vostrikova N.L., Kuznetsova O.A., Kulikovsky A.V. Methodological aspects of lipid extraction from biological matri-ces. Theory and practice of meat pro-cessing. 2018; 3 (2): 4-21. https://doi.org/10.21323/2414-438X‑2018-3-2-4-21

Aripovsky A.V., Kolesnik P.O., Ku-lagina T.P., Titov V.N. Podgotovka prob dlya gazohromatograficheskogo opredele-niya zhirnyh kislot: preimushchestva bez-ekstrakcionnogo metoda s pryamoj pereet-erifikaciej lipidov vysushennyh biolog-icheskih prob. Klinichescheskaya Laboratornaya Diagnostika. 2018; 63 (3): 141-147 https://doi.org/10.18821/0869-2084-2018-63-3-141-147

Reis A., Rudnitskaya A., Blackburn G.J., Fauzi N.M., Pitt A.R., Spickett C.M. A comparison of five lipid extraction sol-vent systems for lipidomic studies of hu-man LDL. J. Lipid Res. 2013; 54: 1812-1824 https://doi.org/10.1194/jlr.M034330

Ferrara D., Beccaria M., Cordero C.E., Purcaro G. Comprehensive compari-son of fatty acid methyl ester profile in dif-ferent food matrices using microwave-assisted extraction and derivatization methods and comprehensive two-dimensional gas chromatography coupled with flame ionization detection. Advances in Sample Preparation. 2024; 11: 100124 https://doi.org/10.1016/j.sampre.2024.100124

Costa R., Beccaria M., Grasso E., Albergamo A., Oteri M., Dugo P., Fasulo S., Mondello L. Sample preparation tech-niques coupled to advanced chromato-graphic methods for marine organisms in-vestigation. Analytica Chimica Acta. 2015; 875: 41-53 http://dx.doi.org/10.1016/j.aca.2015.03.032

Jelektronnyj resurs. Available at: https://www.marinespecies.org/aphia.php?p=taxdetails&id=246150 (accessed 22 June 2024).

Revkov N.K. Macrozoobenthos of the Ukrainian zone of the Black Sea. In: Biological resources of the Black Sea and Sea of Azov. Eremeev V.N., Gaevskaya A.V., Shulʹman G.E., ZagorodnayaYu.A. editors. Sevastopol: EKOSI-Gidrofizika; 2011. pp. 140-162. http://doi.org/10.13140/RG.2.1.4583.7280

Voronin A.V. The densitometric quantitation of some drugs in whole blood. Bashkortostan medical journal. 2018; 13,2(74): 40-43.

Borodina A.V., Velyaev Yu.O., Osokin A.R. Comprehensive methodologi-cal approach to determining lipids in clams. Food Processing: Techniques and Technology. 2023; 53(4): 662–672. http://doi.org/10.21603/2074-9414-2023-4-2464

Kopytov Y.P. Novyj variant tonkoslojnoj hromatografii lipidov i uglevodov. Marine ecology. 1983; 13: 76-80

Renkevich A.Yu., Kulikov A.Yu. Developing and validating a quantitative determination method for 4-aminobutanoic acid in sodium alendronate tablets using micellar thin layer chromatography. Meth-ods and Objects of Chemical Analysis. 2013; 8(4): 199-206.

Zhao Y., Peng L., Yang L-C., Xu X-D., Li W-J., Luo X-M., Jin X. Wedelolac-tone regulates lipid metabolism and im-proves hepatic steatosis partly by AMPK activation and up-regulation of expression of PPARα/LPL and LDLR. PLOS ONE. 2015; 10(7): e0132720. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0132720

Lu H., Wang Z., Cao B., Cong F., Wang X., Wei W. Dietary sources of branched-chain fatty acids and their bio-synthesis, distribution, and nutritional properties. Food Chemistry. 2024; 431: 137158. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2023.137158

Khan I., Hussain M., Jiang B., Zheng L., Pan Y., Hu J., Khan A., Ashraf A., Zou X. Omega-3 longchain polyunsaturated fatty acids: Metabolism and health implications. Progress in Lipid Re-search. 2023; 92(15): 101255. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2023.101255

Karageorgou D., Rova U., Christakopoulos P., Katapodis P., Matsakas L., Patel A. Benefits of supplementation with microbial omega-3 fatty acids on hu-man health and the current market scenario for fish-free omega-3 fatty acid. Trends in Food Science & Technology. 2023; 136(4): 169-180. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2023.04.018

Banaszak M., Dobrzyńska M., Kawka A., Gorna I., Wozniak D., Przysławski J., Drzymała-Czyż S. Role of Omega-3 fatty acids eicosapentaenoic (EPA) and docosahexaenoic (DHA) as modulatory and anti-inflammatory agents in noncommunicable diet-related diseases e Reports from the last 10 years. Clinical Nu-trition ESPEN. 2024; 63: 240-258. https://doi.org/10.1016/j.clnesp.2024.06.053

Bishehkolaei M., Pathak Y. Influ-ence of omega n-6/n-3 ratio on cardiovas-cular disease and nutritional interventions. Human Nutrition & Metabolism. 2024; 37: 200275

Schulze M.B., Minihane A.M., Saleh R.N.M., Risérus U. Intake and me-tabolism of omega-3 and omega-6 polyun-saturated fatty acids: nutritional implica-tions for cardiometabolic diseases. Lancet Diabetes Endocrinol. 2020; 8(11): 915-930. https://doi.org/10.1016/S2213-8587(20)30148-0

Farag M.A., Gad M.Z. Omega‑9 fat-ty acids: potential roles in inflammation and cancer management. Journal of Genet-ic Engineering and Biotechnology. 2022; 20(1): 48. https://doi.org/10.1186/s43141-022-00329-0

Xu E., Chen C., Fu J., Zhu L., Shu J., Jin M., Wang Y., Zong X. Dietary fatty acids in gut health: Absorption, metabolism and function. Animal Nutrition. 2021; 7(4): 1337-1344. https://doi.org/10.1016/j.aninu.2021.09.010

Mallick R., Basak S., Duttaroy A.K. Fatty acids and evolving roles of their pro-teins in neurological, cardiovascular disor-ders and cancers. Progress in Lipid Re-search. 2021; 83: 101116. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2021.101116

Kawamura K., Bikkina S. A review of dicarboxylic acids and related com-pounds in atmospheric aerosols: Molecular distributions, sources and transformation. Atmospheric Research. 2016; 170: 140-160.

Song Y., Li J., Tsona N.T., Liu L., Du L. Enrichment of short-chain organic acids transferred to submicron sea spray aerosols. Science of the Total Environment. 2022; 851: 158122. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2022.158122

Caracci E., Vega-Herrera A., Dachs J., Berrojalbiz N., Buonanno G., Abad E., Llorca M., Moreno T., Farré M. Mi-cro(nano)plastics in the atmosphere of the Atlantic Ocean. Journal of Hazardous Ma-terials. 2023; 450(6): 131036. https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2023.131036

Tourovaa T.P., Sokolovaa D.Sh., Nazinaa T.N., Gruzdeva D.S., Laptev A.B. Phylogenetic diversity of microbial com-munities from the surface of polyethylene terephthalate materials exposed to different water environments. Microbiology. 2020; 89(1): 96-106. https://doi.org/10.1134/S0026261720010154

Fidalgo Rodríguez J.L., Dynarowicz-Latka P., Miñones Conde J. How unsaturated fatty acids and plant stanols affect sterols plasma level and cel-lular membranes? Review on model studies involving the Langmuir monolayer tech-nique. Chemistry and Physics of Lipids. 2020; 232: 104968. https://doi.org/0.1016/j.chemphyslip.2020.104968

Tan K., Zhang H., Li S., Ma H., Zheng H. Lipid nutritional quality of ma-rine and freshwater bivalves and their aq-uaculture potential. Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 2021; 62(25): 6990-7014. https://doi.org/10.1080/10408398.2021.1909531

Xu M., Zhang Y., Wu B., Zhang Y., Qiao M., Singh G., Ólafsdóttir E.S., Pálsson S., Heiðmarsson S., Boer H., Þorsteinsdóttir M., Þorkelsson G., Aðalbjörnsson B.V. A critical review of the edible seaweed Pal-mariapalmata (L.) Weber & Mohr and its bioactive compounds in the «omics» era. Algal Research. 2024; 82: 103606. https://doi.org/10.1016/j.algal.2024.103606

Vainio S., Jansen M., Koivusalo M., Rog T., Karttunen M., Vattulainen I., Iko-nen E. Significance of Sterol Structural Specificity desmosterol cannot replace cholesterol in lipid rafts. The journal of bi-ological chemistry. 2006; 281(1): 348-355. https://doi.org/10.1074/jbc.M509530200

Singh P., Saxena R., Srinivas G., Pande G., Chattopadhyay A. Cholesterol Biosynthesis and Homeostasis in Regula-tion of the Cell Cycle. PLOS ONE. 2013; 8(3): e58833. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0058833

Leblond J.D., Sabir K., Whittemore H.L. Sterol Composition of the Peridinin-Containing Dinoflagellate Gertiastigmati-ca, a Member of the Kareniaceae without a Canonical Haptophyte-Derived Plastid. Protist. 2023; 174(2): 125939. https://doi.org/10.1016/j.protis.2023.125939

Fiorini R., Ventrella V., Trombetti F., Fabbri M., Pagliarani A., Nesci S. Lipid-protein interactions in mitochondrial mem-branes from bivalve mollusks: molecular strategies in different species. Comparative Biochemistry and Physiology Part B Bio-chemistry and Molecular Biology. 2019; 227:12-20. https://doi.org/10.1016/j.cbpb.2018.08.010.

Islam N., Choi S.H., Moon H.E., Park J.J., Jung H.Ah., Woo M.H., Woo H.C., Choi J.S. The inhibitory activities of the edible green alga Capsosiphon ful-vescens on rat lens aldose reductase and advanced glycation end products for-mation. European Journal of Nutrition. 2014; 53: 233-242. https://doi.org/10.1007/s00394-013-0521-y

Balamurugan R., Duraipandiyan V., Ignacimuthu S. Antidiabetic activity of γ-sitosterol isolated from Lippianodiflora L. in streptozotocin induced diabetic rats. Eu-ropean Journal of Pharmacology. 2011; 667: 410-418. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2011.05.025

Narloch I., Wejnerowska G. A Comparative analysis on the environmental impact of selected methods for determining the profile of fatty acids in cheese. Mole-cules. 2023; 28: 4981. https://doi.org/10.3390/molecules28134981

Polok K., Subba N., Gadomski W., Sen P. Search for the origin of synergistic solvation in methanol/chloroform mixture using optical Kerr effect spectroscopy. Journal of Molecular Liquids. 2022; 345: 117013. https://doi.org/10.1016/j.molliq.2021.117013

Sıdır Y.G., Sıdır I. Solvent effect on the absorption and fluorescence spectra of 7-acetoxy-6-(2,3-dibromopropyl)-4,8-dimethylcoumarin: Determination of ground and excited state dipole moments. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 2013; 102: 286-296. https://doi.org/10.1016/j.saa.2012.10.018

Lizhi Hu., Toyoda K., Ihara I. Die-lectric properties of edible oils and fatty acids as a function of frequency, tempera-ture, moisture and composition. Journal of Food Engineering. 2008; 88(2): 151-158. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2007.12.035.

Alviso D., Zarate C., Artana G., Duriez T. Regressions of the dielectric con-stant and speed of sound of vegetable oils from their composition and temperature using genetic programming. Journal of Food Composition and Analysis. 2021; 104: 104175. https://doi.org/10.1016/j.jfca.2021.104175

Опубликован
2025-04-04
Как цитировать
Веляев, Ю. О., Бородина, А. В., Пименов, К. А., & Осокин, А. Р. (2025). Изучение различных методологических подходов к извлечению жирнокислотной фракции из сложной биологической матрицы и идентификация её состава с помощью хромато-масс-спектрометрии. Сорбционные и хроматографические процессы, 25(1), 73-89. https://doi.org/10.17308/sorpchrom.2025.25/12796