Изучение сорбции дофамина на сорбентах γ-Al2O3 и Strata-SDBL
Аннотация
Большую роль в регулировании многих жизненно важных процессов в организме (психомоторная функция, функционирование сердечно-сосудистой системы, психическое состояние) играют катехоламины, в частности, дофамин. Контроль их содержания в организме позволяет на ранних стадиях обнаружить развитие некоторых заболеваний. При этом анализ катехоламинов затруднён из-за их низкого содержания в биологических жидкостях (норма по дофамину для взрослого человека: меньше 0.13 нМ в крови, 0.3-3 мкМ в суточной моче). Для проведения определения катехоламинов необходимо их предварительное концентрирование. Цель данной работы заключалась в изучении адсорбции представителя класса катехоламинов – дофамина – на сорбентах различной природы, нахождении физико-химических характеристик адсорбции и выборе лучшего с точки зрения практики сорбента для сорбционного концентрирования катехоламинов.
Проведено сравнение особенностей извлечения дофамина из водных растворов сорбентами γ-Al2O3 и Strata-SDBL в статическом режиме, изучено влияние различных параметров (рН, времени контакта фаз, концентрации дофамина) на сорбцию. Контроль за распределением дофамина в системе вода – сорбент осуществляли с использованием ОФ-ВЭЖХ с амперометрическим детектором. Наибольшая степень извлечения дофамина достигается при рН 8-9 на γ-Al2O3 и рН 5-11 на Strata-SDBL при времени сорбции 20 минут. Получены изотермы адсорбции дофамина на указанных сорбентах. Показано, что они относятся к классу изотерм Ленгмюра. Установлено, что γ-Al2O3 характеризуется значительно большей сорбционной емкость по отношению к дофамину и большей константой адсорбции, чем Strata-SDBL. Высказано предположение, что сорбция дофамина на γ-Al2O3 осуществляется преимущественно за счёт электростатических взаимодействий и водородных связей, а на Strata-SDBL – за счёт гидрофобных и π-π-взаимодействий.
Для сорбционного концентрирования катехоламинов при их низких содержаниях в пробе целесообразно использовать γ-Al2O3; при этом сорбент Strata-SDBL может быть рекомендован для экспрессного концентрирования катехоламинов в динамическом режиме.
Скачивания
Литература
Southwick S.M., Paige S., Morgan C.A., Bremner J.D., Krystal J.H., Charney D.S. Neurotransmitter alterations in PTSD: catecholamines and serotonin. Semin. Clin. Neuropsychiatry. 1999; 4: 242-248. https://doi.org/10.153/SCNP00400242
Karim M.M., Alam S.M., Lee S.H. Spectrofluorometric estimation of norepi-nephrine using ethylendiamine condensa-tion method. J. Fluoresc. 2007; 17: 427-436. https://doi.org/10.1007/s10895-007-0188-y
Secor K.E., Glass T.E. Selective amine recognition: development of a chemosensor for dopamine and norepineph-rine. Org. Lett. 2004; 6(21): 3728-3730. https://doi.org/10.1021/ol048625f
Whiting M.J., Doogue M.P. Advanc-es in biochemical screening for pheochro-mocytoma using biogenic amines. Clin. Bio-chem. Rev. 2009; 30: 3-17.
Kagedal B., Goldstein D.S. Catecholamines and their metabolites. J. Chroma-togr. B., 1988; 429: 177-233. https://doi.org/10.1016/s0378-4347(00)83871-2
Sidorova A.A., Kartsova L.A. The chromatographic and electrophoretic deter-mination of catecholamines, metanephrines and 3,4-dihydroxyphenylalanine in urine and blood plasma. Sorptsionnye I khromatograficheskiye protsessy. 2009; 9(6): 774-782.
Dirks B., Vorwalter C., Grünert A., Ahnefeld F. W. Basal plasma-catecholamine-level determination using HPLC-ED and different sample cleanup techniques. Chromatogfaphia. 1988; 25(3): 223-229.
Paulose C. S., Dakshinamurti K. Chronic catheterization using vascular-access-port in rats: blood sampling with minimal stress for plasma catecholamine determination. J. Neuroscience Methods. 1987; 22: 141-146. https://doi.org/10.1016/0165-0270(87)90008-2
Salzman S.K., Sellers M.S., Beckman A.L., Ramarao N., Macewen G.D. Deter-mination of intraoperative plasma catechol-amine concentrations using liquid chroma-tography with electrochemical detection. J. Chromatogr. B. 1985; 343: 285-301. https://doi.org/10.1016/S0378-4347(00)84598-3
Floysand R., Serck-Hanssen G. De-termination of tissue content of catecholamines in Atlantic Salmon (Salmo Salar): a comparison of HPLC-EC and the tryhydroxyindol fluoremetric method. Camp. Biohem. Physiol. 1991; 99(3): 451-462. https://doi.org/10.1016/0742-8413(91)90271-t
Jouve J., Bakri D., Herault J., Muh J. P. Determination of urinary vanillactic acid and plasma dihydroxyphenylalanine as markers of non-secreting neuroblastoma by high-performance liquid chromatography with electrochemical detection. J. Chromatogr. B. 1991; 567: 331-341. https://doi.org/10.1016/0378-4347(91)80139-4
Koch D.D., Polzin G.L. Effect of sample preparation and liquid chromatography column choice on selectivity and pre-cision of plasma cateholamine determina-tion. J. Chromatogr. 1987; 386: 19-24. https://doi.org/10.1016/s0021-9673(01)94580-7
Wu D., Xie H., Lu H., Li W., Zhang Q. Sensitive determination of norepineph-rine, epinephrine, dopamine and 5-hydroxytryptamine by coupling HPLC with [Ag(HIO6)2]5-–luminol chemiluminescence detection. Biomed. Chromatogr. 2016; 30: 1458-1466. https://doi.org/10.1002/bmc.3704
Woo H.I., Yang J.S., Oh H. J., Cho Y.Y., Kim J.H., Park H.-D., Lee S.-Y. A simple and rapid analytical method based on solid-phase extraction and liquid chromatography–tandem mass spectrometry for the simultaneous determination of free cat-echolamines and metanephrines in urine and its application to routine clinical analysis. Clin. Biochem. 2016; 49: 573-579. https://doi.org/10.1016/j.clinbiochem.2016.01.010
Thomas A., Geyer H., Mester H. J., Schänzer W., Zimmermann E., Thevis M. Quantitative determination of adrenaline and noradrenaline in urine using liquid chromatography-tandem mass spectrometry. Chromatogr. 2006; 64: 587-591, https://doi.org/10.1365/s10337-006-0067-8
Peterson Z.D., Collins D.C., Christo-pher R., Bowerbank C.R., Lee M.L., Graves S.W. Determination of catechola-mines and metanephrines in urine by capil-lary electrophoresis–electrospray ionization-time-of-flight mass spectrometry. J. Chromatogr. 2002; 776: 221-229. https://doi.org/10.1016/s1570-0232(02)00368-9
Xiaoguang L., Shu L., Wynveen P., Mork K., Kellermann G. Development and validation of a specific and sensitive LC-MS/MS method for quantification of urinary catecholamines and application in bio-logical variation studies. Anal Bioanal Chem. 2014; 406: 7287-7297. https://doi.org/10.1007/s00216-014-8120-1
Xiaoguang L., Shu L., Kellermann G. Pre-analytical and analytical validations and clinical applications of a miniaturized, sim-ple and costeffective solid phase extraction combined with LC-MS/MS for the simultaneous determination of catecholamines and metanephrines in spot urine samples. Talan-ta. 2016; 159: 238-247, https://doi.org/10.1016/j.talanta.2016.06.032
Raggia M. A., Puccia V., Sabbionia C., Furlanettob S., Gerra G. Simultaneous determination of plasma catecholamine me-tabolites (homovanillic acid, 3,4-dihydroxy phenyl acetic acid, 3-methoxy-4-hydroxyphenylglycol) using liquid chroma-tography with amperometric detection. J. Sep. Sci. 2001; 24: 275-281. https://doi.org/10.1002/1615-9314(20010401)24:43.0.CO;2-5
Mercolini L., Gerrab G., Consortia M., Somainic L., Raggi M.A. Fast analysis of catecholamine metabolites MHPG and VMA in human plasma by HPLC with fluo-rescence detection and a novel SPE proce-dure. Talanta. 2009; 78: 150-155. https://doi.org/10.1016/j.talanta.2008.10.049
Tolmacheva V.V., Yarykin D.I., Serdiuk O.N., Apyari V.V., Dmitrienko S.G., Zolotov Yu.A. Adsorption of catechola-mines from their aqueous solutions on hy-percrosslinked polystyrene. React. Funct. Polym. 2018; 131: 56-63. https://doi.org/10.1016/j.reactfunctpolym.2018.07.005
Tolmacheva V.V., Yarykin D.I., Gorbunova M.V., Apyari V.V., Dmitrienko S.G., Zolotov Yu.A. Preconcentration of catecholamins on hypercrosslinked polysty-rene and their determination by high-performance liquid chromatography. J. Anal. Chem. 2019; 74(11): 1057-1063. https://doi.org/10.1134/S1061934819090107
