Влияние гидроксильных и метоксильных групп на удерживание некоторых фенольных соединений
Аннотация
В работе рассмотрено влияние введения двух (гидроксильной и метоксильной) важнейших для природных фенольных соединений функциональных групп на удерживание соединений в обращенно-фазовой ВЭЖХ. В предлагаемом подходе не рекомендуется использовать для расчетов или выводов удерживание веществ в случайно выбранной хроматографической системе, а следует использовать только асимптотическое удерживание веществ в элюентах с нулевым содержанием органического модификатора. Анализ результатов по удерживанию однотипных гликозидов шести основных природных антоцианидинов и набора часто встречающихся в природных объектах обычных замещенных коричных кислот показал, что добавление ОН-групп в бензольное кольцо в одно или оба мета-положения (пара-положение в этих соединениях занято ОН-группой) всегда приводит к росту гидрофильности молекул. При этом добавление метокси-групп в те же положения приводит к росту гидрофобности по удерживанию в подвижных фазах с нулевым содержанием органического модификатора, хотя порядок элюирования в случайно выбранных составах подвижных фаз может изменяться. Для двух редко встречающихся в природных объектах замещенных коричных кислот – 4-метоксикоричной и 3,4-диметоксикоричной получены уникальные результаты. Так при добавлении к коричной кислоте метокси-группы в положение 4 липофильность возрастает, но незначительно. А добавление второй метокси-группу в положение 3 вместо роста липофильности приводит к существенному уменьшению этого параметра. Для объяснения полученного результата привлечены расчеты по АМ1 в программе HyperChem и по методу молекулярной механики MM в программе Chen3D. Последний метод предсказывает расположение атомов метокси-группы (кроме атомов водорода) в плоскости молекулы, тогда как вторая метокси-группа, добавляемая в орто-положение к уже существующей метокси-группе, из-за стерических напряжений выводится из плоскости молекулы, что позволило объяснить неэквивалентность двух метокси-групп в орто-положении друг к другу.
Скачивания
Литература
Smith R.M. Functional group contributions to the retention of analytes in reversed-phase high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr. A. 1993; 656: 381-415. https://doi.org/10.1016/0021-9673(93)80811-L
Kaliszan R. QSRR: Quantitative Structure-(Chromatographic) Retention Relationships. Chem. Rev. 2007; 107: 3212-3246. https://doi.org/10.1021/cr068412z
Deineka V.I., Staroverov V.M., Fofanov G.M., Balyatinskaya L.N. An increment approach to the HPLC analysis of triglycerides. Pharm. Chem. J. 2002; 36: 392-395. https://doi.org/10.1023/A:1021004516406.
Nguyen A.V., Deineka V., Deineka L., Ngoc A.V.T. Comparison of Separation of Seed Oil Triglycerides Containing Isomeric Conjugated Octadecatrienoic Acid Moieties by Reversed-Phase HPLC. Separations. 2017; 4: 37. https://doi.org/10.3390/separations4040037
Deineka V.I., Nguyen Anh Van, Deineka L.A. Quantitative relationship between structure and retention in reversed-phase HPLC: an extended incremental approach to predict triacylglycerines retention. Sorbtsionnye i khromatograficheskie processy. 2019; 19: 280-288. (in Russ). https://doi.org/10.17308/sorpchrom.2019.19/745
Lattanzio V. Phenolic compounds: Introduction / In book “Natural compounds”. Ed. Rmawat K.G., Merliot J.M. Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, 2013: 1543-1580. https://doi.org/10.1007/978-3-642-22144-6_57
Khoddami Ali, Wilkes M.A., Roberts T.H. Techniques for Analysis of Plant Phenolic Compounds. Molecules. 2013; 18: 2328-2375. https://doi.org/10.3390/molecules18022328.
Deineka V.I., Deineka L.A., Saenko I.I. Regularities of Anthocyanins Retention in RP HPLC for “Water-Acetonitrile-Phosphoric acid” Mobile Phase. J. Anal. Meth. Chem. 2015; 2015: ID 732918. https://doi.org/10.1155/2015/732918
Deineka V.I., Oleinits E.Yu., Kulchenko Y.Yu., Blinova I.P., Deineka L.A. Chromatographic Separation and Determination of Anthocyanins under Conditions of Reversed Phase Chromatography, When Used As Mobile Phases of Acetonitrile–Formic Acid/Phosphoric Acid-Water Systems. Russ. J. Phys. Chem. A. 2021; 95: 1729-1734. https://doi.org/10.1134/S0036024421080094
Deineka V.I., Oleinits E.Yu., Blinova I.P., Deineka L.A. Replacement of Acetonitrile with Ethanol in the Determination of Anthocyanins by Reversed-Phase High-Performance Liquid Chromatography. J. Anal. Chem. 2023; 78: 63-67. https://doi.org/10.1134/S1061934822110053
Deineka V.I., Oleinits E.Yu., Blinova I.P., Deineka L.A. Comparing Two Versions of a Separation Map in Reversed Phase Liquid Chromatography. Russ. J. Phys. Chem. A. 2022; 96: 1768-1772. https://doi.org/10.1134/S0036024422080076
Andrade P.B., LeitãoR., Seabra R.M., Oliveira M.B., Ferreira M.A. 3,4-Dimethoxycinnamic acid levels as a tool for differentiation of Coffea canephora var. robusta and Coffea arabica. Food Chem. 1998; 61: 511-514. https://doi.org/10.1016/S0308-8146(97)00067-8
Li P., Yao X., Zhou Q., Meng X., Zhou T., Gu Q. Citrus Peel Flavonoid Extracts: Health-Beneficial Bioactivities and Regulation of Intestinal Microecology in vitro. Frontiers in Nutrition. 2022; 9: 888745. https://doi.org/10.3389/fnut.2022.888745
Rouseff R.L., Ting S.V. Quantitation of polymethoxylated flavones in orange juice by high-performance liquid chromatography. J. Chromatogr. 1979; 176: 75-87. https://doi.org/10.1016/S0021-9673(00)92088-0
Ting S.V., Rouseff R.L., Dougherty M.H., Attaway J.A. Determination of some methoxylated flavones in citrus juices by high performance liquid chromatography. J. Food Sci. 1979;.44: 69-71. https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.1979.tb10006.x
Heimhuber B., Galensa R., Herrmann K. High-performance liquid chromatographic determination of polymethoxylated flavones in orange juice after solid-phase extraction. J. Chromatogr. 1988; 439: 481-483. https://doi.org/10.1016/S0021-9673(01)83865-6
Sendra J.M., Navarro J.L., Izquierdo L. C18 Solid-Phase Isolation and High-Performance Liquid Chromatography/Ultraviolet Diode Array Determination of Fully Methoxylated Flavones in Citrus Juices. J. Chromatogr. Sci. 1988; 26: 443-48. https://doi.org/10.1093/chromsci/26.9.443
Ferreira V.A.V., do Nascimento V.G., de Amorim M.B. Conjugation and Hyperconjugation Effects: Comparative Studies Through Localized Molecular Orbitals Energy Decomposition Analysis (LMO-EDA) and Natural Bond Orbitals (NBO). Revista Processos Químicos. 2015; 63: 234-239. https://doi.org/10.19142/rpq.v9i18.308
de la Mare P.B.D. Hyperconjugation: Intermediates and transition states in replacement and elimination. Pure Appl. Chem. 1984; 56: 755-1766. https://doi.org/10.1351/pac198456121755